动物固定：将小鼠完全麻醉或安乐死后，仰卧固定，充分暴露颈部和胸部区域，实行操作区域的消毒处理。

颈部插管：用眼科剪在小鼠颈部正中做长约 1cm 的切口，逐层分离皮肤、皮下组织和肌肉，暴露白色气管；将 1ml 注射器连接气管插管，针头平行插入气管内，插入深度控制在 0.8-1cm。

肺泡灌洗：缓慢推注无菌生理盐水，剂量为 0.5-1ml / 次（可根据小鼠体重灵活调整）；推注完成后停留 5-10s，可轻按摩小鼠胸部，促进生理盐水与肺泡充分接触，随后轻柔回抽灌洗液。

重复灌洗：肺泡灌洗液自然回收率较低，通常为 50%-70%，可重复灌洗 3-4 次；全程需将收集的灌洗液置于冰上保存，避免样本变质影响后续检测。

样本处理：将收集到的 BALF 离心，分离上清液和沉淀细胞。沉淀细胞可用于细胞涂片、流式细胞术分析等，上清液可用于蛋白定量、细胞因子检测等实验。

动物固定：将小鼠安乐死后，仰卧固定于手术台上，暴露颈部和下颌区域，实行操作区域消毒。

解剖操作：将眼科剪伸进口腔，沿小鼠一侧下颌剪开脸颊部，剪掉舌根及喉颈部相关组织，分离并暴露小鼠上腭；可见软腭内的后鼻道管道，其开孔位置接近舌根部。

灌洗操作：将吸有灌注液的注射器连接气管插管，沿后鼻道开孔插入约 3-5mm，缓慢推注液体；同时用离心管在小鼠鼻孔下方承接流出的灌洗液。

重复灌洗：为提高样本回收率，可重复灌洗 3-5 次，每次灌洗后轻轻按压小鼠鼻部两侧，促进灌洗液充分流出，灌洗液同样需全程冰上保存。

样本处理：立即将收集的灌洗液离心，分离上清液和沉淀细胞，根据实验需求分别进行后续检测分析。